Вплив прямих сонячних променів за різної експозиції на чисельність видового складу бактеріального препарату «Azoter SC», внесеного у ґрунт
DOI:
https://doi.org/10.31073/acss88-12Ключові слова:
бактеріальні добрива; сонячне випромінювання; Azotobacter chroococcum; Azospirillum brasiliense; Bacillus megatherium; ґрунтова мікробіотаАнотація
Внесення високих доз мінеральних добрив за нестачі органічних речовин пригнічує розвиток цінних мікроорганізмів ґрунту і зумовлює зміщення балансу мікробіологічних пулів. Керування процесами родючості ґрунту передбачає застосування таких препаратів, які забезпечують домінування агрономічно корисних мікроорганізмів. До ряду проблем, які виникають під час виробництва і застосування біопрепаратів, належить вплив терміну їх перебування на поверхні грунту в умовах активної дії сонячної радіації (інсоляції), що впливає на ефективність препарату. Мета досліджень – вивчення впливу різної тривалості інсоляції на чисельність мікробіоти комплексного бактеріального добрива «Azoter SC», внесеного у ґрунт. Дослідження проведено на зразках чорнозему опідзоленого, оброблених препаратом «Azoter SC», із наступною інсоляцією прямими сонячними променями впродовж 30, 60 і 120 хв. Контрольний зразок був оброблений препаратом, проте не піддавався інсоляції. Результати досліджень підтвердили бактерицидний вплив інсоляції на чисельність мікроорганізмів у складі бактеріального добрива «Azoter SC». Чисельність Azotobacter chroococcum під впливом 2-годинної природної інсоляції відкритої поверхні ґрунту зменшилася на 58 %, Azospirillum brasiliense і Bacillus megatherium – на 65,4 і 71,1 % відповідно. Результати експерименту свідчать про необхідність корегування способів внесення у ґрунт бактеріального добрива чи обробленого препаратом насіння з урахуванням метеорологічних умов з метою уникнення згубної дії прямих сонячних променів на складові бактеріального препарату «Azoter SC», а отже й на його ефективність.
Посилання
References
Patyka V.P., Omeljanec' T.G., Grynyk I.V., Petrychenko V.F. 2007. Microorganisms ecology. Kyiv: Osnova. P. 84–91. (Ukr.).
Blagodatskaja E.V., Ermolaev A.M., Mjakshina T.N. 2004. Ecological strategies of microbial communities under meadow plant systems. Buleten RAS. Series Biology. № 6. P. 740–748. (Rus.).
Volkogon V.V., Nadkernychna O.V., Tokmakova L.M., Mel'nychuk T.M., Chajkovs'ka L.O., Nadkernychnyi S.P. [et al.]. 2010. Experimental Soil Microbiology: monograph. Kyiv: Agrar. Nauka. 464 p. (Ukr.).
Andrejuk K.I., Iutyns'ka G.O., Antypchuk A.F., Valagurova O.V., Kozyryc'ka V.Je. 2001. Functioning of soil microbial cenosis in conditions of anthropogenic loading. Kyiv: Oberegy. 239 p. (Ukr.).
Yutynskaja G.A., Ponomarenko S.P. Andrejuk E.Y., Antypchuk A.F., Babajanc O.V., Beljavskaja L.A. [et al.]. 2010. Bioregulation of microbial plant systems: monograph. Editors: Yutynskaja G.A., Ponomarenko S.P. Kyiv: Nichlava. 470 p. Chapter 4-5. (Rus.).
Coohill T.P., Sagripanti J.L. 2009. Bacterial Inactivation by Solar Ultraviolet Radiation Compared with Sensitivity to 254 nm Radiation. Photochemistry and Photobiology. N 85. Р. 1043–1052. DOI: 10.1111/j.1751-1097.2009.00586.x.
Whitman R.L., Nevers M.B., Korinek G.C., Byappanahalli M.N. 2004. Solar and temporal effects on Escherichia coli concentration at a lake Michigan swimming beach. Appl. Environ. Microbiol. N 151. Р. 216–222. DOI: 10.1128/AEM.70.7.4276-4285.2004.
Castro-Ibanez I, Gil M.I., Tudela J.A., Allende A. 2015. Microbial safety considerations of fooding in primary production of leafy greens: a case study. Food Res. Int. N 68. P. 62–69. DOI:10.1016/j.foodres.2014.05.065.
Sundin G.W. 2002. Ultraviolet radiation on leaves: its influence on microbial communities and their adaptations. In: Lindow S.E., Hecht-Poinar E.I., Elliott V.J. (Eds.). Microbiology of the Phyllosphere. APS Press, St. Paul, M.N. P. 27–41.
Jacobs J.L., Carroll T.L., Sundin G.W. 2005. The role of pigmentation, ultraviolet radiation tolerance, and leaf colonization strategies in the epiphytic survival of phyllosphere bacteria. Microb. Ecol. N 49. P. 104–113. DOI: 10.1007/s00248-003-1061-4. ·
Balint-Kurti P. Simmons S.J., Blum J.E., Ballare C.L., Stapleton A. E. 2010. Maize leaf epiphytic bacteria diversity patterns are genetically correlated with resistance to fungal pathogen infection. Mol. Plant. Microbe. N 23. P. 473–484. DOI: 10.1094/MPMI-23-4-0473.
Jacobs J.L., Sundin G.W. 2001. Effect of solar UV-B radiation on a phyllosphere bacterial community. Appl. Environ. Microbiol. N 67. P. 5488–5496. DOI: 10.1128/AEM.67.12.5488-5496.2001.
Dreux N., Albagnac C., Carlin F., Morris C.E., Nguyen-The C. 2007. Fate of Listeria spp. on parsley leaves grown in laboratory and field cultures. J. Appl. Microbiol. 2007. N 103. P. 1821–1827. DOI: 10.1111/j.1365-2672.2007.03419.x.
Wood J.D., Bezanson G.S., Gordon R.J., Jamieson R. 2010. Population dynamics of Escherichia coli inoculated by irrigation into the phyllosphere of spinach grown under commercial production conditions. Int. J. Food Microbiol. N 143. P. 198–204. DOI: 10.1016/j.ijfoodmicro.2010.08.022.
Wei F., Hu X., Xu X. 2016. Dispersal of Bacillus subtilis and its effect on strawberry phyllosphere microbiota under open field and protection conditions. Sci. Rep. N 6. 22611. DOI: https://doi.org/10.1038/srep22611.
Truchado P., Gil M.I., Reboleiro P., Rodelas B., Allende A. 2017. Impact of solar radiation exposure on phyllosphere bacterial community of red-pigmented baby leaf lettuce. Food Microbiol. N 66. P. 77–85. DOI: http://dx.doi.org/10.1016/j.fm. 2017.03.018.
Riesenman P.J., Nicholson W.L. 2000. Role of the Spore Coat Layers in Bacillus subtilis Spore Resistance to Hydrogen Peroxide, Artificial UV-C, UV-B, and Solar UV Radiation. Appl. Environ. Microbiol. Feb. P. 620–626.
Setlow P. 2001. Resistance of Spores of Bacillus Species to Ultraviolet Light. Environmental and Molecular Mutagenesis. N 38. P. 97–104.
Wassmann M., Moeller R., Reitz G., Rettberg P. 2010. Adaptation of Bacillus subtilis Cells to Archean-Like UV Climate: Relevant Hints of Microbial Evolution to Remarkably Increased Radiation Resistance. Astrobiology. Vol. 10, N 6. P. 605–615. DOI: 10.1089/ast.2009.0455.
Slieman T.A., Nicholson W.L. 2001. Role of Dipicolinic Acid in Survival of Bacillus subtilis Spores Exposed to Artificial and Solar UV Radiation. Appl. Environ. Microbiol. Vol. 67, N 3. P. 1274–1279. DOI: 10.1128/ AEM.67.3.1274–1279.2001.
Zambre M.A., Konde B.K., Sonar K.R. 1984. Effect of Azotobacter chroococcum and Azospiriilum brasilense inoculation under graded levels of nitrogen on growth and yield of wheat. Plant and Soil. N 79. P. 61–67.
El-Shanshoury R. 1995. Interactions of Azotobacter chroococcum, Azospirillum brasilense and Streptomyces mutabilis, in Relation to their Effect on Wheat Development. J. Agronomy & Crop Science. N 175. P. 119–127.
Excerpt from the protocol № FYTOPHARM/02/11. Determination the microorganisms number of the genus Azotobacter, Azospirillum, Coniothyrium and Trichoderma by spread plate method. Bratislava, 2011. 11 p. (Rus.).
DSTU 7847-2015. (2016) Soil quality. Determination of the number of microorganisms in the Soil by sowing on a solid (agar) nutrient medium. [Existing with 2016-07-01]. Kyiv. 15 p. (Ukr.).
Lakin G.F. 1990. Biometrics. Manual for biol. special. universities. Moskow: Vyssh. shk. 352 p. (Rus.).
Завантаження
Опубліковано
Номер
Розділ
Ліцензія
Поширення статті здійснюється на умовах ліцензії відкритого доступу Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License.
